Введение

Ротовая полость человека – высоко динамичная, экстремальная микробиологическая экосистема организма, где на ежедневной основе тысячи микроорганизмов сталкиваются с постоянными колебаниями pH, выраженным оксидативным стрессом и механическим воздействием (Santacroce et al., 2023; Fitri et al., 2025). Дисбиотические изменения этой ниши являются основополагающими в развитии многих оральных воспалительных патологий, в частности, кариеса зубов, который, по данным ВОЗ, поражает более 2,5 миллиардов человек и остаётся ведущей причиной преждевременной потери зубов во всём мире (WHO, 2022).

Центральным звеном патогенеза кариозного процесса традиционно выступает Streptococcus mutans – высоковирулентный микроорганизм, обладающий выраженной кислотопродуцирующей способностью и способностью к интенсивному синтезу внеклеточных глюканов, что обеспечивает формирование стабильных, трудноэлиминируемых биоплёнок на поверхности зубной эмали (Krzyściak et al., 2014). Не менее значимый вклад в прогрессирование кариеса вносит Streptococcus sobrinus, который характеризуется ещё более высокой кислотогенной активностью и выраженной способностью к коагрегации со S. mutans, усиливая деструкцию твёрдых тканей зуба (Conrads et al., 2014). Кроме того, важным ко-патогеном в смешанных оральных биоплёнках выступает оппортунистический дрожжевой гриб Candida albicans, способный не только самостоятельно вызывать кандидоз слизистой оболочки полости рта, но и взаимодействовать с кариесогенными стрептококками, повышая устойчивость биоплёнок к антимикробным агентам и усугубляя локальное воспаление (Francis et al., 2025).

Конкурентное вытеснение указанных патогенов и восстановление эубиотического баланса невозможно без высокоэффективных, селективных и безопасных препаратов (Luo et al., 2024). Традиционные антибактериальные препараты, несмотря на выраженный бактерицидный эффект, обладают рядом критических недостатков: неспецифичностью действия, формированием резистентности и разрушением защитных барьеров резидентной микрофлоры (Xiaofangzi et al., 2025).

В последние годы все больше внимание научного сообщества фокусируется на разработке метабиотических препаратов – биологически активных продуктов метаболизма или структурных компонентов пробиотических микроорганизмов (Lu et al., 2026). Метабиотики лишены рисков неконтролируемой колонизации и транслокации, стабильны при хранении, не зависят от жизнеспособности штамма и могут быть целенаправленно модифицированы для усиления функциональных свойств (Heidari et al., 2025).

Одним из перспективных и технологически воспроизводимых инструментов направленной модификации пробиотических культур является контролируемый сублетальный озон-индуцированный оксидативный стресс (Ismailov et al., 2020). Озон широко применяется в современной стоматологии как мощный дезинфицирующий агент, способный разрушать биоплёнки патогенов и окислять компоненты микробных клеток (Namazoğlu et al., 2023). Однако в низких концентрациях озон выступает не только в роли уничтожающего фактора, но и в роли индуктора адаптивного ответа у полезных микроорганизмов. У лактобактерий, в частности у представителей Lactiplantibacillus plantarum и Lacticaseibacillus rhamnosus, активация систем общего стресс-ответа (шапероны groEL, dnaK, протеазы clp и др.) приводит к перепрограммированию экспрессии генов, кодирующих поверхностные адгезины, экзополисахариды и бактериоцины (Mollova et al., 2023). Штаммы приобретают повышенную способность адгезироваться к клеткам эпителия слизистых оболочек ротовой полости, а также демонстрируют усиленную продукцию антимикробных метаболитов, направленных против кариесогенных стрептококков и оппортунистических грибков (Rezaei et al., 2021).

Необходимость озонирования бактериальных культур возникает в связи с имеющимися в литературе данными о возможностях наблюдения гормезисного эффекта после обработки озоно-воздушной смесью, что открывает большие перспективы в усилении физиологических и функциональных свойств штаммов без рисков снижения их жизнеспособности.

Несмотря на большой потенциал, влияние озон-индуцированного стресса на функциональные и физиологические свойства оральных лактобактерий остается малоизученным вопросом. В литературе практически не встречается исследований, посвященных дозозависимому влиянию озонирования на адгезивную и антагонистическую активность оральных изолятов (Ismailov et al., 2020). Однако именно адгезивная активность обеспечивает длительную колонизацию слизистой оболочки ротовой полости лактобактериями, а высокая антагонистическая способность позволяет подавлять рост и факторы вирулентности кариесогенных бактерий (Zhang et al., 2013). Комплексная оценка этих свойств позволит оценить возможности для создания пробиотиков и метабиотиков нового поколения, способных сохранять и усиливать способность к конкурентному исключению патогенных бактерий за счет высокой адгезии, повышенной продукции метаболитов, а также модуляции местного иммунитета и барьерных свойств слизистой оболочки без риска транслокации живых микроорганизмов.

Целью исследования является изучение влияния низкодозового озон-индуцированного оксидативного стресса на адгезивную и антагонистическую активность оральных изолятов Lactiplantibacillus plantarum и Lacticaseibacillus rhamnosus с позиции индукции гормезиса.

Объекты и методы

Объектом исследования служили оральные штаммы лактобактерий (Lactiplantibacillus plantarum и Lacticaseibacillus rhamnosus) выделенные из ротовой полости 10 здоровых добровольцев в возрасте от 18 до 26 лет на базе Северо-Кавказского федерального университета. Исследования с участием человека и использованием биологического материала проводили с учетом этических норм. Все добровольцы подписали информированное согласие на участие в исследовании. Критерии включения: отсутствие острых и хронических заболеваний полости рта, отсутствие приёма антибиотиков и антисептиков в течение последних 30 дней.

Видовую идентификацию изолятов осуществляли методом MALDI-TOF масс-спектрометрии. Подготовку образцов для масс-спектрометрического анализа проводили методом прямой экстракции. Белковые экстракты получали путём лизиса суточной бактериальной культуры, выращенной на бромкрезоловом агаре (Jinan Babio Biotechnology Co., Китай) в анаэробных условиях при 37 °C, с использованием 80 % трифторуксусной кислоты. 1 мкл полученной смеси наносили на 96-луночную стальную мишень (Bruker Daltonics, Германия). После полного высыхания на воздухе образцы покрывали 1 мкл матричного раствора – α-циано-4-гидроксицинаминовой кислоты (HCCA, Bruker Daltonik GmbH, Бремен, Германия). Масс-спектры регистрировали на масс-спектрометре Microflex LRF™ (Bruker Daltonik GmbH, Бремен, Германия) в линейном положительном режиме сбора ионов в диапазоне масс 1800-22000 Da. Сбор спектров осуществляли в автоматическом режиме с использованием стандартных параметров настройки прибора. Калибровку выполняли с помощью BTS-стандарта (Bruker Test Standard). Для видовой идентификации использовали коммерческую базу данных компании Bruker (версия Bruker Taxonomy V 7.0.0.0_6903-7311).

В качестве индикаторных тест-культур использовали выделенные и идентифицированные до вида культуры Streptococcus mutans, Streptococcus sobrinus, Candida albicans. Стрептококки культивировали на кровяном агаре (Columbia agar + 5 % дефибринированной овечьей крови, HiMedia, Индия) при 37 °C в атмосфере 5 % CO₂ (CO₂ Incubator Operation Manual NB-203XL, N-BIOTEK, Южная Корея) в течение 48 ч. C. аlbicans выращивали на агаре Сабуро (HiMedia, Индия) при 37 °C в аэробных условиях 48 ч.

Оба исследуемых штамма лактобактерий инокулировали в концентрации, соответствующей 5 Ед по McFarland (1,5 × 10⁹ КОЕ/мл), в 96 стерильных пробирках (по 48 пробирок на штамм). Каждая пробирка содержала 5 мл стерильного 0,9 % раствора NaCl. Полученную бактериальную взвесь подвергали озонированию методом барботажа с использованием бытового универсального озонатора воздуха и воды «ОЗОН ОВиВ» (Украина). Обработку проводили при фиксированной мощности генератора 100 % с варьируемой скоростью потока озон-кислородной смеси в диапазоне от 0,5 до 2,0 л/мин. Время экспозиции на каждой скорости потока составляло: 5, 10, 15, 20, 25 и 30 секунд, а также 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 и 10 минут. Концентрацию озона в газовой фазе определяли йодометрическим методом титрования в воде в соответствии с ГОСТ 18301-72 с последующим пересчётом в мг/л. Все эксперименты выполняли в условиях контролируемой температуры (22±1 °C). Для исключения прямого действия остаточного озона на тест-культуры часть проб после озонирования центрифугировали, дважды отмывали физиологическим раствором и ресуспендировали до исходной концентрации. Параллельно был выполнен контроль озонированного физиологического раствора без бактерий.

Жизнеспособность клеток после озонирования определяли методом высева серийных десятикратных разведений (10⁻¹-10⁻⁶) на MRS-агар с последующим анаэробным культивированием 48 ч при 37 °C. Подсчёт колоний проводили на чашках с 30-300 колониями. Контролем служили интактные суспензии тех же штаммов, обработанные аналогично, но без подачи озона.

Адгезивную активность озонированных штаммов определяли классическим методом Брилиса, основанном на совместном инкубировании бактерий с эритроцитами человека с последующей оценкой характера их взаимодействия под световым микроскопом (Брилис и др., 1986).

Для приготовления бактериальной суспензии лактобактерии высевали в жидкую среду MRS и инкубировали в анаэробных условиях при 37 °C в течение 24 часов. После инкубации клетки дважды отмывали центрифугированием при 2000 g в течение 2 минут в 0,9 % растворе хлорида натрия. Отмытые бактерии ресуспендировали в физиологическом растворе до концентрации 1,5 × 10⁹ КОЕ/мл.

Эритроцитарную взвесь готовили из венозной крови группы I (0) Rh+ здорового добровольца, собранной в вакуумную пробирку UNIVAC с антикоагулянтом K₃ЭДТА. Свежую кровь трижды отмывали центрифугированием в физиологическом растворе при 2000 g в течение 2 минут. Из очищенной эритроцитарной взвеси готовили 1 % суспензию эритроцитов в 0,9 % растворе NaCl (концентрация 1 × 10⁸ клеток/мл).

Далее, в стерильные 96-луночные планшеты вносили по 0,5 мл микробной суспензии и 0,5 мл 1 % суспензии эритроцитов. Смесь тщательно перемешивали и инкубировали при 37 °C в течение 30 минут. В качестве контроля использовали чистую эритроцитарную суспензию (0,5 мл) и неозонированные культуры лактобацилл.

После инкубации готовили тонкие мазки на обезжиренных предметных стеклах, высушивали их на воздухе, фиксировали смесью Никифорова и окрашивали по Романовскому-Гимзе в течение 40 минут. Окрашенные мазки изучали в иммерсионной системе микроскопа (×100). Подсчёт проводили по 50 эритроцитам на каждый штамм (n = 50). Рассчитывали индекс адгезии (ИА) по Брилису (общее количество прикрепившихся бактерий / 50 эритроцитов), процент адгезированных эритроцитов (КА) ((число эритроцитов с ≥ 1 бактерией / 50) × 100) и среднее количество бактерий на один адгезированный эритроцит (СПА). Исследование проводили в 3 независимых биологических повторностях для каждого штамма.

На основании полученных данных о влиянии озонирования на адгезию были отобраны адекватные сублетальные дозы, которые в оптимальных случаях не снижали адгезивные свойства штаммов. Именно эти дозы (соответствующие концентрациям озона 0,000048; 0,000060 и 0,000073 мг/л) использовали в дальнейшем для изучения антагонистической активности.

Антагонистическую активность двух штаммов лактобактерий после озонирования определяли методом перпендикулярных штрихов по отношению к тест-культурам S. mutans, S. sobrinus и C. albicans.

Бактериальную взвесь лактобактерий (концентрация 1,5 × 10⁹ КОЕ/мл в 0,9 % растворе NaCl) предварительно озонировали в выбранных адекватных дозах. Полученные суспензии наносили в виде прямого штриха длиной 5 см на поверхность MRS агара в чашках Петри. Чашки инкубировали анаэробно при 37 °C в течение 24 часов. После инкубации перпендикулярно к штриху озонированных лактобактерий (на расстоянии 1 см от края штриха) наносили штрихи суспензий тест-культур (концентрация 1 × 10⁸ КОЕ/мл). Чашки продолжали инкубировать при 37 °C в течение 24 часов в условиях, оптимальных для тест-микроорганизмов (микроаэрофильных для стрептококков и аэробных для C. albicans). В качестве контроля использовали неозонированные исходные штаммы тех же видов лактобактерий.

Антагонистическую активность оценивали визуально по наличию, ширине и выраженности зон задержки роста тест-культур вокруг штриха лактобактерий. Ширину зоны ингибиции измеряли в миллиметрах от края штриха лактобактерий до начала роста тест-микроорганизма.

Единицей статистического анализа являлась биологическая повторность (n=3). Для каждого штамма и каждой экспериментальной точки проводили три независимые биологические повторности (отдельные культуры, независимое озонирование и функциональные тесты). Результаты представлены в виде среднего арифметического ± стандартное отклонение (M±SD). Нормальность распределения данных проверяли с помощью теста Шапиро-Уилка. При соответствии нормальному распределению применяли однофакторный или двухфакторный дисперсионный анализ (ANOVA) с последующим пост-хок тестом Тьюки для множественных сравнений. При нарушении нормальности распределения или при малом объёме выборки (n=3) использовали непараметрический U-критерий Манна-Уитни для попарных сравнений. Для контроля за ошибкой I рода при множественных сравнениях применяли поправку Бонферрони. Различия считали статистически значимыми при p < 0,05. Эффект-размер оценивали с помощью коэффициента Коэна (d) для непараметрических тестов и η² (эта-квадрат) для ANOVA. Статистическую обработку данных выполняли с использованием программ GraphPad Prism 9.5 и Statistica 13.0.

Результаты и обсуждение

Жизнеспособность клеток после озонирования оценивали методом подсчёта КОЕ/чашка. Во всех сублетальных дозах (до 0,000073 мг/л) снижение жизнеспособности не превышало 5–8 % от контроля и не было статистически значимым (p>0,05).

Для обоих штаммов наблюдалась чёткая дозозависимая динамика адгезии, соответствующая классической гормезисной кривой: стимуляция в диапазоне низких доз с последующим угнетением при повышении дозы озона (табл. 1).

Таблица 1. Влияние низкодозового озонирования на адгезивную активность оральных штаммов Lactiplantibacillus plantarum и Lacticaseibacillus rhamnosus (n=48)

Время экспозицииДоза озона, мг/лLactiplantibacillus plantarumLacticaseibacillus rhamnosus
ИА, M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVСПА, M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVКА, % M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVИА, M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVСПА, M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVКА, % M±SD [95 % ДИ]; SEM; CV
5 сек0,0000125,3±1,0 [4,3-6,3]; 0,41; 198,5±1,3 [7,1-9,9]; 0,53; 1565±5 [59,8-70,2]; 2,04; 85,6±1,1 [4,4-6,8]; 0,45; 209,0±1,4 [7,5-10,5]; 0,57; 1668±6 [61,7-74,3]; 2,45; 9
10 сек0,0000246,1±1,2 [4,8-7,4]; 0,49; 209,1±1,5 [7,5-10,7]; 0,61; 1671±6 [64,7-77,3]; 2,45; 86,5±1,3 [5,1-7,9]; 0,53; 209,8±1,6 [8,1-11,5]; 0,65; 1673±6 [66,7-79,3]; 2,45; 8
15 сек0,0000367,2±1,3 [5,8-8,6]; 0,53; 1810,4±1,6 [8,7-12,1]; 0,65; 1578±5 [72,8-83,2]; 2,04; 68,1±1,4 [6,6-9,6]; 0,57; 1711,2±1,7 [9,4-13,0]; 0,69; 1580±5 [74,8-85,2]; 2,04; 6
20 сек0,0000489,8±1,4 [8,3-11,3]; 0,57; 1413,5±1,7 [11,7-15,3]; 0,69; 1385±4 [80,8-89,2]; 1,63; 510,5±1,5 [8,9-12,1]; 0,61; 1414,1±1,8 [12,2-16,0]; 0,73; 1387±4 [82,8-91,2]; 1,63; 5
25 сек0,00006011,2±1,5 [9,6-12,8]; 0,61; 1315,1±1,8 [13,2-17,0]; 0,73; 1289±3 [85,9-92,1]; 1,22; 311,8±1,6 [10,1-13,5]; 0,65; 1415,8±1,9 [13,8-17,8]; 0,78; 1291±3 [87,9-94,1]; 1,22; 3
30 сек0,00007310,5±1,6 [8,8-12,2]; 0,65; 1514,2±1,9 [12,2-16,2]; 0,78; 1387±4 [82,8-91,2]; 1,63; 59,9±1,4 [8,4-11,4]; 0,57; 1413,9±1,7 [12,1-15,7]; 0,69; 1286±4 [81,8-90,2]; 1,63; 5
1 мин0,0001456,8±1,7 [5,0-8,6]; 0,69; 259,8±2,0 [7,7-11,9]; 0,82; 2074±7 [66,7-81,3]; 2,86; 96,1±1,5 [4,5-7,7]; 0,61; 259,5±1,9 [7,5-11,5]; 0,78; 2072±8 [63,6-80,4]; 3,27; 11

Примечание: n – число исследуемых проб на 1 штамм, M±SD – среднее арифметическое ± стандартное отклонение, 95 % ДИ – 95 % доверительный интервал, SEM – стандартная ошибка среднего, СV – коэффициент вариации

Значения адгезивной активности для контроля (неозонированной культуры) составили для Lactiplantibacillus plantarum: ИА = 9,8 ± 1,3 (SEM = 0,53; CV = 13 %; 95 % ДИ [8,4–11,2]), СПА = 13,4 ± 1,6 (SEM = 0,65; CV = 12 %). Для Lacticaseibacillus rhamnosus контрольные показатели были несколько выше: ИА = 10,4 ± 1,4 (SEM = 0,57; CV = 13 %; 95 % ДИ [8,9-11,9]), СПА = 14,0 ± 1,7 (SEM = 0,69; CV = 12 %; 95 % ДИ [12,0-16,0]), КА = 86 ± 4 % (SEM = 1,63; CV = 5 %; 95 % ДИ [82,1-89,9]).

У L. plantarum максимальные значения всех показателей были достигнуты при времени озонирования 25 секунд (доза 0,000060 мг/л): ИА = 11,2±1,5 (SEM=0,61; CV=13 %; 95 % ДИ [9,6-12,8]), СПА = 15,1±1,8 (SEM=0,73; CV=12 %; 95 % ДИ [13,2-17,0]), КА = 89±3 % (SEM=1,22; CV=3 %; 95 % ДИ [85,9-92,1]). Прирост значений адгезивной активности составил 14% по индексу адгезии, 13 % по среднему показателю адгезии и 6 % по коэффициенту адгезии (p > 0,05).

При дозе озонирования 0,000048 мг/л было отмечено полное совпадение значений с контрольными, а дальнейшее увеличение дозы озона приводило к снижению показателей относительно пика. При времени экспозиции более 1 минуты регистрировалось угнетение адгезивной активности L. plantarum. При дозе 0,001440 мг/л ИА снижался до 0,8±0,5, что может свидетельствовать о переходе к токсическим эффектам озона (p < 0,05).

Пик адгезивной активности L. rhamnosus также приходится на 25 секунд озонирования при дозе 0,000060 мг/л: ИА = 11,8 ± 1,6 (SEM = 0,65; CV = 14 %; 95 % ДИ [10,1-13,5]), СПА = 15,8 ± 1,9 (SEM = 0,78; CV = 12 %; 95 % ДИ [13,8-17,8]), КА = 91 ± 3 % (SEM = 1,22; CV = 3 %; 95 % ДИ [87,9-94,1]). Процент прироста значений минимален: 13 % по ИА, 13 % по СПА и 6 % по КА.

Различия в показателях адгезивной способности штаммов могут отражать видовые особенности поверхностных адгезинов и различия в архитектуре клеточной стенки. Коэффициент вариации в зоне оптимальных доз составил 3-5%, что позволяет считать метод высоковоспроизводимым и ответ в пределах сублетальных доз стабильным.

Согласно критерию Манна-Уитни (p>0,05) достоверных различий между контролем и оптимальными дозами озонирования нет, что подтверждает минимальность наблюдаемого эффекта (U-критерий Манна–Уитни, p = 0,112; d = 0,68). Пост-хок тест Тьюки демонстрирует отсутствие достоверных различий между контрольными значениями и значениями при дозе 20-25 секунд (p>0,05), в то время как различия между оптимальными и высокими дозами (> 1 мин) были статистически значимы (p < 0,001). Влияние фактора «штамм» оказалось на грани значимости (F = 3,2; p = 0,078), а взаимодействие «штамм × доза» не достигло уровня статистической значимости (F = 1,4; p > 0,05).

Незначительное повышение адгезивной активности оральных штаммов лактобактерий согласуется с описанными в литературе механизмами стресс-ответа у представителей данного рода. Высокий уровень адгезии в контрольных (неозонированных) культурах свидетельствует о наличии адаптационных механизмов к экстремальным условиям ротовой полости. Оксидативный стресс способен индуцировать экспрессию шаперонов (groEL, dnaK) и протеаз (clp), что способствует перестройке клеточной стенки, модификациям поверхностных адгезинов и экзополисахаридов (Papadimitriou et al., 2015).

По данным нашего исследования, прирост адгезивной активности составил 6-14 %, что не является статистически значимым и клинически значимым. Озонирование бактериальных культур в низких дозах не приводит к нарушению адгезии, но и не приводит к статистически значимому повышению. Увеличение процента адгезированных эритроцитов (89-91 %) и среднего числа бактерий на клетку до 15-16 находится в пределах естественной биологической вариабельности метода Брилиса, что подтверждает совпадение 95 % ДИ с контрольными.

Результаты исследования антагонистической активности после обработки лактобактерий озоном в оптимальных дозах представлены в табл. 2 и табл. 3. В качестве контроля использовали неозонированные исходные штаммы. В контроле зоны задержки роста составили у Lactiplantibacillus plantarum: против S. mutans – 16,2 ± 0,5 мм, против S. sobrinus – 12,9 ± 0,4 мм, против C. albicans – 19,8 ± 0,6 мм; у Lacticaseibacillus rhamnosus: против S. mutans – 19,5 ± 0,4 мм, против S. sobrinus – 14,7 ± 0,3 мм, против C. albicans – 17,3 ± 0,7 мм.

Таблица 2. Влияние низкодозового озонирования на антагонистическую активность штамма Lactiplantibacillus plantarum, мм (n=3)

Доза озона, мг/лS. mutans M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVS. sobrinus M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVC. albicans M±SD [95 % ДИ]; SEM; CV
0,00004818,7±0,4; [17,9; 19,5]; 0,23; 2,114,8±0,3; [14,2; 15,4]; 0,17; 223,1±0,6; [21,7; 24,5]; 0,35; 2,6
0,00006018,2±0,3; [17,5; 18,9]; 0,17; 1,614,1±0,4; [13,3; 14,9]; 0,23; 2,822,4±0,5; [21,3; 23,5]; 0,29; 2,2
0,00007317,5±0,5; [16,4; 18,6]; 0,29; 2,913,5±0,4; [12,7; 14,3]; 0,23; 321,6±0,7; [20,1; 23,1]; 0,4; 3,2

Примечание: n – число проб на дозу озона, M±SD – среднее ± стандартное отклонение, 95 % ДИ – 95 % доверительный интервал, SEM – стандартная ошибка среднего, СV – коэффициент вариации

У L. plantarum максимальная антагонистическая активность наблюдалась при 20 секундах озонирования в дозе 0,000048 мг/л: против C. albicans – 23,1±0,6 мм (SEM=0,35; CV=2,6 %; 95 % ДИ [21,7-24,5]) – увеличение на 3,3 мм по сравнению с контролем; против S. mutans – 18,7±0,4 мм (SEM=0,23; CV=2,1 %; 95 % ДИ [17,9-19,5]) – увеличение на 2,5 мм; против S. sobrinus – 14,8±0,3 мм (SEM=0,17; CV=2,0 %; 95 % ДИ [14,2-15,4]) – увеличение на 1,9 мм. При дозе 0,000060 мг/л (25 секунд) зоны ингибиции оставались высокими, хотя и незначительно снижались по сравнению с пиком. Дальнейшее увеличение дозы до 0,000073 мг/л приводило к небольшому уменьшению зон (на 0,5-1,5 мм), однако они всё равно превышали контрольные значения. Особенно выраженным был эффект против C. albicans, что указывает на усиление продукции веществ, активных против дрожжей (органические кислоты, перекись водорода, возможные бактериоцины).

Таблица 3. Влияние низкодозового озонирования на антагонистическую активность штамма Lacticaseibacillus rhamnosus, мм (n=3)

Доза озона, мг/лS. mutans M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVS. sobrinus M±SD [95 % ДИ]; SEM; CVC. albicans M±SD [95 % ДИ]; SEM; CV
0,00004822,1±0,5; [21,1; 23,1]; 0,29; 2,316,8±0,3; [16,2; 17,4]; 0,17; 1,820,2±0,8; [18,5; 21,9]; 0,46; 4,0
0,00006021,4±0,6; [20,0; 22,8]; 0,35; 2,816,2±0,3; [15,6; 16,8]; 0,17; 1,919,4±0,7; [17,9; 20,9]; 0,40; 3,6
0,00007320,8±0,4; [20,0; 21,6]; 0,23; 1,915,6±0,5; [14,5; 16,7]; 0,29; 3,218,7±0,6; [17,4; 20,0]; 0,35; 3,2

Примечание: n – число проб на дозу озона, M±SD – среднее ± стандартное отклонение, 95 % ДИ – 95 % доверительный интервал, SEM – стандартная ошибка среднего, СV – коэффициент вариации

У L. rhamnosus наибольшая активность также отмечалась при 20 секундах озонирования (доза 0,000048 мг/л): против S. mutans – 22,1 ± 0,5 мм (увеличение на 2,6 мм), против S. sobrinus – 16,8 ± 0,3 мм (увеличение на 2,1 мм), против C. albicans – 20,2 ± 0,8 мм (увеличение на 2,9 мм). При дозе 0,000060 мг/л зоны ингибиции сохранялись на высоком уровне.

Различия между штаммами были статистически значимыми (p < 0,01): L. plantarum превосходил по активности против C. albicans, а L. rhamnosus – против кариесогенных стрептококков. СV во всех сериях на уровне 1,6-4,0 %, что позволяет сделать вывод о высокой воспроизводимости результатов (двухфакторный ANOVA, F = 12,4, p = 0,007; η² = 0,42; пост-хок Тьюки с поправкой Бонферрони, p < 0,05 для отдельных тест-культур).

Полученные зоны ингибиции, свидетельствуют в пользу того, что низкодозовое озонирование в диапазоне доз 0,000048-0,000060 мг/л способно усилить антагонистический потенциал оральных штаммов лактобактерий. Подобные эффекты могут быть связаны с активацией систем стресс-ответа, генов биосинтеза бактериоцинов, усилении образования молочной кислоты и перекиси водорода. Штамм-специфичность спектра антагонизма (преобладание против дрожжей у L. plantarum и против стрептококков у L. rhamnosus) подчёркивает необходимость подбора штаммов для целевых метабиотических препаратов против смешанных оральных инфекций.

К ограничениям работы следует отнести относительно небольшое количество изучаемых штаммов, использование эритроцитарной модели адгезии вместо орального эпителия или гидроксиапатита, а также отсутствие прямых измерений продукции бактериоцинов, перекиси водорода и экспрессии генов стресс-ответа. Для подтверждения практической значимости полученных данных необходимы дальнейшие исследования in vivo и на моделях полимикробных биоплёнок.

Заключение

При сопоставлении данных по адгезивной и антагонистической активности штаммов можно сделать вывод о том, что оптимальной дозой озонирования культур можно считать 0,000048-0,000060 мг/л. Именно эта доза обеспечивает селективную модуляцию функциональных свойств штаммов. Важно отметить, что указанные дозы не усиливают адгезивный потенциал, но сохраняют его стабильные значения, не выходя за пределы естественной вариабельности, в то время как антагонистическая активность может достоверно повышаться и сохраняться на высоком уровне. Полученные результаты открывают перспективы для дальнейшей разработки технологий модификации функциональных свойств оральных лактобактерий с целью создания новых средств профилактики дисбиотических состояний полости рта.

Благодарности и финансирование

Исследование выполнено без финансовой поддержки.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Список литературы

  1. Брилис В. И., Брилени Т. А., Ленцнер Х. П., Ленцнер А. А Методика изучения адгезивного процесса микроорганизмов // Лабораторное дело. – 1986. – №4. – С. 210-213.
  2. Conrads G., de Soet J. J., Song L., Henne K., Sztajer H., Wagner-Döbler I., Zeng A. P. Comparing the cariogenic species Streptococcus sobrinus and S. mutans on whole genome level // Journal of oral microbiology. – 2014. – Vol.  6, – 26189. https://doi.org/10.3402/jom.v6.26189
  3. D’Agostino S., Valentini G., Iarussi F., Dolci M. Effect of Probiotics Lactobacillus rhamnosus and Lactobacillus plantarum on Caries and Periodontal Diseases: A Systematic Review // Dentistry journal. – 2024. – Vol. 12. – №. 4. – 102. https://doi.org/10.3390/dj12040102
  4. Fitri D. K., Tuygunov N., Wan Harun W. H. A., Purwasena I. A., Cahyanto A., Zakaria M. N. Key virulence genes associated with Streptococcus mutans biofilm formation: a systematic review // Frontiers in oral health. – 2025. – Vol. 6. – 1654428. https://doi.org/10.3389/froh.2025.1654428
  5. Francis A. B., Settem R. P., Jeyamoorthy M., Nuthangi V. H., Sharma A., Rajasekharan S. K. Multifaceted roles of Candida albicans and Streptococcus mutans in contributing to polybiofilm infections in early childhood caries // Frontiers in cellular and infection microbiology. – 2025. – Vol. 15. – 1625103. https://doi.org/10.3389/fcimb.2025.1625103
  6. Heidari F., Heboyan A., Rokaya D., Fernandes G. V. O., Heidari M., Banakar M., Zafar M. S. Postbiotics and Dental Caries: A Systematic Review // Clinical and experimental dental research. – 2025. – Vol. 11. – №. 1. – e70114. https://doi.org/10.1002/cre2.70114
  7. Ismailov, A.A., Timchenko, L.D., Bondareva, N.I., Avanesyan, S.S., Amliyeva, A.Z. Effect of ozone on antagonistic activity of lactobacilli // Journal of Global Pharma Technology. – 2020. – Volume 12. – Issue 2. -Pages 761-767 URL: http://www.jgpt.co.in/index.php/jgpt/article/view/3374
  8. Krzyściak W., Jurczak A., Kościelniak D., Bystrowska B., Skalniak A. The virulence of Streptococcus mutans and the ability to form biofilms. European journal of clinical microbiology & infectious diseases. 2014; 33(4):499-515. https://doi.org/10.1007/s10096-013-1993-7
  9. Lu C., Zhang S., Hong G. Comparative effectiveness of probiotics, prebiotics, synbiotics, and postbiotics in preventing dental caries: a meta-analysis from an oral microbiota modulation perspective. BMC Oral Health. 2026; 26:342. https://doi.org/10.1186/s12903-026-07707-x
  10. Luo S.C., Wei S.M., Luo X.T., Yang Q.Q., Wong K.H., Cheung P.C.K., Zhang B.B. How probiotics, prebiotics, synbiotics, and postbiotics prevent dental caries: an oral microbiota perspective. NPJ biofilms and microbiomes. 2024; 10(1):14. https://doi.org/10.1038/s41522-024-00488-7
  11. Mollova D., Gozmanova M., Apostolova E., Yahubyan G., Iliev I., Baev V. Illuminating the Genomic Landscape of Lactiplantibacillus plantarum PU3—A Novel Probiotic Strain Isolated from Human Breast Milk, Explored through Nanopore Sequencing. Microorganisms. 2023;11(10):2440. https://doi.org/10.3390/microorganisms11102440
  12. Namazoğlu B., Aksoy M., Memiş-Özgül B., Tulga-Öz F. Anti-microbial efficiency of gaseous ozone’s combined use with fluoride and chlorhexidine on time-related oral biofilm: an in situ study on pediatric patients. Medical gas research. 2023;13(4):192–197. https://doi.org/10.4103/2045-9912.372820
  13. Papadimitriou K., Zoumpopoulou G., Foligné B., Alexandraki V., Kazou M., Pot B., Tsakalidou E. Discovering probiotic microorganisms: in vitro, in vivo, genetic and omics approaches. Frontiers in Microbiology. 2015; 6:58. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00058
  14. Rezaei Z., Khanzadi S., Salari A. Biofilm formation and antagonistic activity of Lacticaseibacillus rhamnosus (PTCC1712) and Lactiplantibacillus plantarum (PTCC1745). AMB Express. 2021;11(1):156. https://doi.org/10.1186/s13568-021-01320-7
  15. Santacroce L., Passarelli P.C., Azzolino D., Bottalico L., Charitos I.A., Cazzolla A.P., Colella M., Topi S., Godoy F.G., D’Addona A. Oral microbiota in human health and disease: A perspective. Experimental biology and medicine (Maywood, N.J.). 2023;248(15):1288-1301. https://doi.org/10.1177/15353702231187645
  16. Xiaofangzi Yu, Zhineng Liu, Yuxin Liu, Xueping Li, Bin Wang, Jie Yin. Antimicrobial roles of probiotics: Molecular mechanisms and application prospects. Trends in Food Science & Technology. 2025; 163:105146. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2025.105146
  17. World Health Organization. WHO highlights oral health neglect affecting nearly half of the world’s population [Internet]. Geneva: WHO; 2022 Nov 18. URL: https://www.who.int/news/item/18-11-2022-who-highlights-oral-health-neglect-affecting-nearly-half-of-the-world-s-population.
  18. Zhang W., Wang H., Liu J., Zhao Y., Gao K., Zhang J. Adhesive ability means inhibition activities for lactobacillus against pathogens and S-layer protein plays an important role in adhesion. Anaerobe. 2013; 22:97-103. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2013.06.005

References

  1. Brilis V.I., Brilene T.A., Lentsner Kh.P., Lentsner A.A. Metodika izucheniya adgezivnogo protsessa mikroorganizmov [Method of studying the adhesive process of microorganisms]. Laboratornoe delo. 1986;(4):210–212. (In Rus).
  2. Conrads G., de Soet J. J., Song L., Henne K., Sztajer H., Wagner-Döbler I., Zeng A. P. Comparing the cariogenic species Streptococcus sobrinus and S. mutans on whole genome level // Journal of oral microbiology. – 2014. – Vol.  6, – 26189. https://doi.org/10.3402/jom.v6.26189
  3. D’Agostino S., Valentini G., Iarussi F., Dolci M. Effect of Probiotics Lactobacillus rhamnosus and Lactobacillus plantarum on Caries and Periodontal Diseases: A Systematic Review // Dentistry journal. – 2024. – Vol. 12. – №. 4. – 102. https://doi.org/10.3390/dj12040102
  4. Fitri D. K., Tuygunov N., Wan Harun W. H. A., Purwasena I. A., Cahyanto A., Zakaria M. N. Key virulence genes associated with Streptococcus mutans biofilm formation: a systematic review // Frontiers in oral health. – 2025. – Vol. 6. – 1654428. https://doi.org/10.3389/froh.2025.1654428
  5. Francis A. B., Settem R. P., Jeyamoorthy M., Nuthangi V. H., Sharma A., Rajasekharan S. K. Multifaceted roles of Candida albicans and Streptococcus mutans in contributing to polybiofilm infections in early childhood caries // Frontiers in cellular and infection microbiology. – 2025. – Vol. 15. – 1625103. https://doi.org/10.3389/fcimb.2025.1625103
  6. Heidari F., Heboyan A., Rokaya D., Fernandes G. V. O., Heidari M., Banakar M., Zafar M. S. Postbiotics and Dental Caries: A Systematic Review // Clinical and experimental dental research. – 2025. – Vol. 11. – №. 1. – e70114. https://doi.org/10.1002/cre2.70114
  7. Ismailov, A.A., Timchenko, L.D., Bondareva, N.I., Avanesyan, S.S., Amliyeva, A.Z. Effect of ozone on antagonistic activity of lactobacilli // Journal of Global Pharma Technology. – 2020. – Volume 12. – Issue 2. -Pages 761-767 URL: http://www.jgpt.co.in/index.php/jgpt/article/view/3374
  8. Krzyściak W., Jurczak A., Kościelniak D., Bystrowska B., Skalniak A. The virulence of Streptococcus mutans and the ability to form biofilms. European journal of clinical microbiology & infectious diseases. 2014; 33(4):499-515. https://doi.org/10.1007/s10096-013-1993-7
  9. Lu C., Zhang S., Hong G. Comparative effectiveness of probiotics, prebiotics, synbiotics, and postbiotics in preventing dental caries: a meta-analysis from an oral microbiota modulation perspective. BMC Oral Health. 2026; 26:342. https://doi.org/10.1186/s12903-026-07707-x
  10. Luo S.C., Wei S.M., Luo X.T., Yang Q.Q., Wong K.H., Cheung P.C.K., Zhang B.B. How probiotics, prebiotics, synbiotics, and postbiotics prevent dental caries: an oral microbiota perspective. NPJ biofilms and microbiomes. 2024; 10(1):14. https://doi.org/10.1038/s41522-024-00488-7
  11. Mollova D., Gozmanova M., Apostolova E., Yahubyan G., Iliev I., Baev V. Illuminating the Genomic Landscape of Lactiplantibacillus plantarum PU3—A Novel Probiotic Strain Isolated from Human Breast Milk, Explored through Nanopore Sequencing. Microorganisms. 2023;11(10):2440. https://doi.org/10.3390/microorganisms11102440
  12. Namazoğlu B., Aksoy M., Memiş-Özgül B., Tulga-Öz F. Anti-microbial efficiency of gaseous ozone’s combined use with fluoride and chlorhexidine on time-related oral biofilm: an in situ study on pediatric patients. Medical gas research. 2023;13(4):192–197. https://doi.org/10.4103/2045-9912.372820
  13. Papadimitriou K., Zoumpopoulou G., Foligné B., Alexandraki V., Kazou M., Pot B., Tsakalidou E. Discovering probiotic microorganisms: in vitro, in vivo, genetic and omics approaches. Frontiers in Microbiology. 2015; 6:58. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00058
  14. Rezaei Z., Khanzadi S., Salari A. Biofilm formation and antagonistic activity of Lacticaseibacillus rhamnosus (PTCC1712) and Lactiplantibacillus plantarum (PTCC1745). AMB Express. 2021;11(1):156. https://doi.org/10.1186/s13568-021-01320-7
  15. Santacroce L., Passarelli P.C., Azzolino D., Bottalico L., Charitos I.A., Cazzolla A.P., Colella M., Topi S., Godoy F.G., D’Addona A. Oral microbiota in human health and disease: A perspective. Experimental biology and medicine (Maywood, N.J.). 2023;248(15):1288-1301. https://doi.org/10.1177/15353702231187645
  16. Xiaofangzi Yu, Zhineng Liu, Yuxin Liu, Xueping Li, Bin Wang, Jie Yin. Antimicrobial roles of probiotics: Molecular mechanisms and application prospects. Trends in Food Science & Technology. 2025; 163:105146. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2025.105146
  17. World Health Organization. WHO highlights oral health neglect affecting nearly half of the world’s population [Internet]. Geneva: WHO; 2022 Nov 18. URL: https://www.who.int/news/item/18-11-2022-who-highlights-oral-health-neglect-affecting-nearly-half-of-the-world-s-population.
  18. Zhang W., Wang H., Liu J., Zhao Y., Gao K., Zhang J. Adhesive ability means inhibition activities for lactobacillus against pathogens and S-layer protein plays an important role in adhesion. Anaerobe. 2013; 22:97-103. https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2013.06.005

 

 

Статья поступила в редакцию 10 июня 2026 г.

Поступила после доработки 24 июня 2026 г.

Принята к печати 28 июня 2026 г.

Received 10, June, 2026

Revised 24, June, 2026

Accepted 28, June, 2026