Ускорение разложения соломы зерновых культур в черноземе с помощью эффективных штаммов микроорганизмов

Введение. Для пополнения органического вещества почвы активно разрабатываются и внедряются в практику альтернативные методы утилизации пожнивных остатков, предполагающие более полное их вовлечение в биологический круговорот с применением современных комплексных микробиологических препаратов. Эти препараты позволяют ускорить процесс деструкции и гумификации разнообразных органических, в том числе пожнивных остатков. Применение микробиологических препаратов в комплексе с современной агротехникой позволит реализовать почвенно-климатический потенциал агроландшафта на 60-80% (вместо существующих 20–30 %), а также биологический потенциал сельскохозяйственных растений, который на сегодняшний день используется недостаточно эффективно (Годунов, 1981; Русакова, 2015; Храмцов, 1998; Лазарев, 2000).

Во Всероссийском научно-исследовательском институте сахарной свеклы и сахара им. А.Л. Мазлумова в лаборатории эколого-микробиологических исследований почвы из чернозема выщелоченного выделен штамм целлюлозолитического микромицета (Humicola fuscoatra ВНИИСС 016), обладающего высокой активностью. Лабораторные и полевые исследования показали, что его использование приводит к ускорению разложения соломы на 50 % (Безлер , 2009).

Однако для его жизнедеятельности необходимо дополнительное внесение азота. Азотобактер является свободноживущей азотфиксирующей бактерией, которая используется в качестве биоудобрения при выращивании большинства культур. Он вызывает большой интерес у ученых, которые работают над поддержанием высокого уровня эффективного плодородия почвы. Полевые испытания показали, что при определенных условиях окружающей среды инокуляция азотобактером оказывает благоприятное воздействие на урожайность растений из-за увеличения фиксированного содержания азота в почве и микробной секреции стимулирующих гормонов, таких как гиббереллины, ауксины и цитокинины. Azotobacter sp. имеет очень высокую интенсивность дыхания, и его способность фиксировать N₂ в экстремальных условиях является объектом исследований в течение многих лет (Aquilanti, 2004; Rajeswari, 2009). Поэтому, чтобы привнести дополнительный азот для использования его целлюлозолитическими микроорганизмами можно использовать не минеральные удобрения, а свободноживущих диазотрофов.

Цель исследований – изучить возможность совместного использования эффективных штаммов целлюлозолитического микромицета (Humicola fuscoatra) и свободноживущего диазотрофа (Azotobacter chroococcum) для ускорения разложения соломы зерновых культур.

Материалы и методы исследования. В 2010 г. на опытном поле ВНИИСС был заложен многолетний стационарный полевой опыт с запашкой соломы озимой пшеницы и ячменя в зернопаропропашном севообороте с чередованием культур: пар–озимая пшеница–сахарная свекла–ячмень. Почва опытного участка – чернозем выщелоченный тяжелосуглинистый малогумусный на покровных лессовидных суглинках.

Общая площадь полевого опыта составила 1209,6 м², площадь делянки – 75.6 м². Повторность опыта четырехкратная. Доза внесения соломы – 4–5 т/га (при запашке соломы после уборки зерновых культур из расчета их средней урожайности). Дополнительные компоненты (целлюлозолитический микромицет, минеральное удобрение и питательную добавку) вносили вручную непосредственно перед вспашкой. В качестве удобрения, содержащего азот, была использована АФК из расчета 40 кг д.в./га. В качестве питательной добавки (ПД) применяли  патоку, которая  была использована при разведении 1 : 1000. Расход рабочей жидкости – 200 л/га. Целлюлозолитический микромицет вносили на делянки в виде инокулюма (344 тыс. КОЕ/м²), предварительное компостирование проводили согласно методу инфицирования почвы (Колесникова, 2014).

Схема опыта, варианты: 1 – контроль (без внесения соломы), 2 –  солома озимой пшеницы и ячменя (в соответствии с севооборотом), 3 –  солома + минеральное удобрение (солома + N), 4 – солома + минеральное удобрение + Humicola fuscoatra ВНИИСС 016 + патока (солома + N + H. fuscoatra + ПД).

Почвенные образцы отбирали в посевах сахарной свеклы в мае, июле, сентябре с глубины 0–15 см. В них был проведен учет численности свободноживущих диазотрофов методом обрастания почвенных комочков на родоспецифичной для Azotobacter sp. агаризованной среде Эшби с маннитом, повторность опыта четырехкратная.

Наиболее активные штаммы, которые проявляли более высокую скорость роста и увеличения биомассы, были отобраны для поддержания в коллекции чистых культур.\

Рис. 1. – Рост чистой культуры через 2 недели

Рис. 2. – Рост чистой культуры через 10 недель

Для выявления степени совместного влияния штаммов H. fuscoatra и A.chroococcum на скорость разложения соломы в лабораторных условиях проводили опыт по изучению динамики убыли ее массы. Эксперименты осуществляли в трехкратной повторности в моделируемых условиях, приближенных к полевым. Схема опыта: 1 – Солома; 2 – Солома+N; 3 – Солома+N+H.fuscoatra, 4 – Солома+A.chroococcum 2, 5 – Солома+A.chroococcum 5, 6 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 2, 7 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 5. Остатки соломы измельчали, помещали в чашки Петри по 4 г соломы, а также (согласно схеме опыта) азотное удобрение и штаммы микроорганизмов, затем увлажняли её до 60% ППВ и оставляли в термостате на 2 месяца.

В образцах соломы после инкубации определяли содержание азота (Практикум по агрохимии, 2001).

В почвенных  образцах проводили учет численности различных групп микроорганизмов методом высева почвенной суспензии разной степени разведения на элективные питательные среды: автохтонную группу микроорганизмов определяли на нитритном агаре (НА), количество микромицетов – на подкисленной среде Чапека (Звягинцев, 1992; Теппер, 2004). 

Сахарную свеклу убирали поделяночно вручную с последующим подсчетом и взвешиванием корнеплодов, их сахаристость определяли на автоматической линии VENEMA (Методика исследований по сахарной свекле, 2001).

Обработку полученных данных проводили методом дисперсионного анализа и с использованием программы Microsoft Excel.

Результаты исследования и их обсуждение. Количество бактерий рода Azotobacter в почве невелико по сравнению с другими видами. Поэтому их численность определяют методом обрастания комочков почвы.

Результаты исследований показали, что доля комочков, на которых были идентифицированы бактерии Azotobacter chroococcum, составляла 29–30% и не менялась с глубиной. При внесении соломы их количество практически не изменилось и в среднем за вегетационный период составляло – 28–30% (рис. 3).

Рис. 3 – Численность Azotobacter chroococcum в почве: Обозначения: 1 – Контроль, 2 – Солома, 3 – Солома+N, 4 – Солома+N+ Humicola fuscoatra+ПК

Использование дополнительного азота при запашке соломы способствовало увеличению содержания в почве A. сhroococcum, и доля комочков почвы с этими бактериями составила 38–47%. Максимальное обрастание числа комочков отмечено при использовании соломы с целлюлозолитическим микромицетом (Humicola fuscoatra ВНИИСС 016).  В среднем за вегетационный период в слое  0–15 см оно увеличилось до 56%, в слое 15–30 см – до 55%. 

В дальнейшем в лабораторных условиях был заложен опыт по изучению ускорения разложения соломы озимой пшеницы при использовании Humicola fuscoatra ВНИИСС 016 и штаммов 2 и 5 Azotobacter chroococcum вместо азота. Установлено, что добавление к соломе только активных штаммов диазотрофов не способствовало увеличению скорости разложения соломы и даже несколько затягивало этот процесс. Однако совместное использование диазотрофов с целлюлозолитическим микромицетом активировало его без дополнительного использования минерального азота.

При этом наибольшей активностью обладал штамм 5 A. сhroococcum. Степень разложения соломы через 2 месяца эксперимента составила 87,5%, что практически соответствует внесению 40 кг д.в. (88,7) совместно с H.fuscoatra (рис. 2). Близкие значения были выявлены при использовании целлюлозолитического микромицета с азотным удобрением и питательной добавкой, за два месяца солома озимой пшеницы разложилась на 88,7%.

Рис. 4 – Степень разложения соломы через 2 месяца эксперимента, %

Обозначения: 1 – Солома, 2 – Солома+N, 3 - Солома+N+H.fuscoatra, 4 – Солома+A.chroococcum 2, 5 – Солома+A.chroococcum 5, 6 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 2, 7 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 5

В полученном после разложения субстрате определяли содержание общего азота методом мокрого сжигания. Установлено, что меньше всего азота накопилось в вариантах с использованием соломы и A.chroococcum штаммы 2 и 5 (рис. 3).

Рис. 5 – Содержание азота в разложившейся соломе, %

Обозначения: 1 – Солома, 2 – Солома+N, 3 – Солома+N+H.fuscoatra, 4 – Солома+A.chroococcum 2, 5 – Солома+A.chroococcum 5,

 6 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 2, 7 – Солома+H.fuscoatra+A.chroococcum 5

Однако использование диазотрофа, штамм 5 совместно с H.fuscoatra способствует росту содержания азота в 1,8 раза относительно контроля, в 1,7 раза относительно использования одной соломы и в 1,6 раза – соломы с азотным удобрением.

Полученные в лабораторном опыте результаты позволили предположить возможность применения аборигенных штаммов A.chroococcum в полевых условиях. С этой целью с осени был заложен полевой мелкоделяночный опыт. В нём проводили изучение микробного сообщества почвы методом высева почвенной суспензии на элективные питательные среды. Было установлено, что совместная запашка соломы с эффективными штаммами микроорганизмов активизирует жизнедеятельность различных представителей почвенной микрофлоры, что согласуется с ранее проведенными исследованиями по изучению биопрепаратов (Наими и др., 2018).

Автохтонная группа микроорганизмов, которая участвует в разложении гумусовых веществ, развивалась лучше в середине вегетационного периода, чем в начале. В мае меньше всего этих микроорганизмов было обнаружено при внесении соломы со штаммом Azotobacter chroococcum под номером 2 (9,93 млн. КОЕ в 1 г а.с.п.), в июле – при внесении соломы, целлюлозолитического микромицета и диазотрофа штамм 5–2,48 млн. КОЕ. Наибольшая численность автохтонной группы микроорганизмов была в июле при внесении в почву соломы только с азотным удобрением – 67,6 млн. КОЕ в 1 г а.с.п.

Численность микромицетов при запашке соломы только с Azotobacter chroococcum штамм 2 была на уровне контроля, при внесении штамма 5 увеличилась до 51,5 тыс. КОЕ. Использование соломы с целлюлозолитическим микромицетом и диазотрофом способствовало установлению численности микромицетов на уровне с контролем, что может свидетельствовать об отсутствии негативного воздействия продуктов разложения соломы, так как среди микромицетов достаточно много фитотоксичных видов.   

В конце вегетации сахарной свёклы учитывали её урожайность. Результаты исследований показали, что при внесении в почву соломы с Azotobacter штамм 2 урожайность составила 26,7 т/га (в контроле – 25,1), использование штамма 5 повысило урожайность до 28,4 т/га, почти на уровне достоверности. Совместное применение целлюлозолитического микромицета с диазотрофом (штамм 2) не повлияло на продуктивность сахарной свёклы, в сравнении с применением с одним диазотрофом, в то время как со штаммом 5 наоборот наблюдалось устойчивая тенденция к росту урожайности, которая составила 28,7 т/га (табл. 1).

Таблица 1 – Урожайность и сахаристость сахарной свёклы при запашке соломы совместно с H.fuscoatra и A.chroococcum

Сахаристость корнеплодов при внесении соломы, независимо от добавления штаммов эффективных микроорганизмов, составляла 17,1-17,2%, что было на уровне контроля.

Сбор сахара на контроле составил 4,3 т/га, при внесении штамма 2 как отдельно, так и вместе с целлюлозолитическим микроорганизмом несколько увеличило этот показатель: до 4,6 и 4,5 т/га соответственно. Наибольший сбор сахара был получен при запашке соломы с диазотрофом штамм 5 и совместном использовании H.fuscoatra и A.chroococcum 5–4,9 т/га. 

Заключение. Таким образом, можно предположить, что использование целлюлозолитическго микромицета (H.fuscoatra) совместно с диазотрофом (A.chroococcum) способствует ускорению разложения соломы и способно заменить 40 кг действующего вещества азота. Выделенные штаммы данного вида диазотрофов могут быть в дальнейшем использованы для создания биопрепарата с набором микроорганизмов для чернозема выщелоченного ЦЧР, чтобы исключить внесение минеральных удобрений и перейти к биологизированному земледелию.

Список литературы

1. Безлер Н.В. Использование соломы озимой пшеницы в качестве удобрения / Н. В. Безлер, М. В. Колесникова // Сахарная свекла. – 2009. – №7. – С. 20–26.
2. Годунов И.Б. Использование соломы в качестве удобрения / И.Б. Годунов, А.Д. Дубовик, Т.П. Мотузок. Воронеж, 1981. – 18 с.
3. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии / Д.Г. Звягинцев. М.: Изд-во Моск. Ун-та, 1992. – 304 с.
4. Колесникова М.В. Формирование плодородия чернозема выщелоченного при интродукции аборигенного штамма целлюлозолитического микромицета и дополнительных компонентов при запашке соломы озимой пшеницы / М.В. Колесникова, Н.В.Безлер, Б.Л Агапов // Агрохимия, 2014. – № 8. – С. 17–25.
5. Лазарев А.П. Влияние соломы в качестве удобрения на свойства, биологическую активность и эффективное плодородие чернозема / А.П. Лазарев, Ю.И. Абрашин // Почвоведение. – 2000. – №10. – С.1266–1271.
6. Методика исследований по сахарной свекле. Киев: ВНИС, 1986. 292 с.
7.  Наими О.И. Воспроизводство плодородия чернозема обыкновенного карбонатного при внесении соломы и гуминовых препаратов / О.И. Наими, О. С. Безуглова, Е. А. Полиенко, О. Ю. Куцерубова // Достижения науки и техники АПК. – 2018. – Т. 32, № 8. – С. 11–16.  
8. Практикум по агрохимии: Учеб. пособие. - 2-е изд., перераб. и доп./Под ред. академика РАСХН В.Г.Минеева. М.: Изд-во МГУ, 2001. – 689 с.
9. Русакова И.В. Изучение эффективности инокуляции соломы ячменя микробиологическими препаратами / И.В. Русакова, В.В. Московкин // Международный Научно-исследовательский журнал, 2015. Выпуск: №6 (37) часть 2. – С. 58–61.
10. Теппер Е.З. Практикум по микробиологии / Е.З. Теппер, В.К. Шильникова, Г.И. Переверзева. М.: Дрофа, 2004. – 255 с.
11. Храмцов И.Ф. Влияние минеральных удобрений, соломы и средств защиты растений на плодородие чернозёма выщелоченного и продуктивность культур зернопарового севооборота / И.В. Храмцов, Е.В. Безвиконный // Агрохимия, 1998. – №5. – С. 31–37.
12. Aquilanti L. Comparison of different strategies for isolation and preliminary identification of Azotobacter  from soil samples / L. Aquilantia, F. Favillib, F. Clementia // Soil Biology & Biochemistry, 2004.- Vol. 36.- 1475–1483.
13. Rajeswari K. Molecular characterization of Azotobacter spp. nifH gene Isolated from marine source / K. Rajeswari, G.M. Kasthuri // African Journal of Biotechnology, 2009. – Vol.8 (24). – P. 6850-6855.

References

1. Bezler N.V. The use of winter wheat straw as fertilizer / N. V. Bezler, M. V. Kolesnikova // Sugar beet. – 2009. – No.7. – pp.20-26.
2. Godunov I.B. The use of straw as fertilizer / I.B. Godunov, A.D. Dubovik, T.P. Motuzok. Voronezh, 1981. – 18 p.
3. Zvyagintsev D.G. Methods of soil microbiology and biochemistry / D.G. Zvyagintsev. M.: Publishing House of Moscow. Unita, 1992. – 304 p.
4. Kolesnikova M.V. Formation of fertility of leached chernozem during the introduction of an indigenous strain of cellulolytic micromycete and additional components during plowing of winter wheat straw / M.V. Kolesnikova, N.V.Bezler, B.L. Agapov // Agrochemistry, 2014. – No. 8. – pp. 17-25.
5. Lazarev A.P. The effect of straw as a fertilizer on the properties, biological activity and effective fertility of chernozem / A.P. Lazarev, Yu.I. Abrashin // Soil science. – 2000. – No.10. – pp.1266-1271.
6. The methodology of research on sugar beet. Kiev: VNIS, 1986. 292 p.
7. Naimi O.I. Reproduction of the fertility of ordinary carbonate chernozem with the addition of straw and humic preparations / O.I. Naimi, O. S. Bezuglova, E. A. Polienko, O. Yu. Kutserubova // Achievements of science and technology of agro-industrial complex. – 2018. – T. 32, No. 8. – P. 11-16.
8. Workshop on agrochemistry: Textbook. - 2nd ed., reprint. and add./Ed. academician of RASKHN V.G.Mineeva. M.: Publishing House of Moscow State University, 2001.-689 p.
9. Rusakova I.V. Studying the effectiveness of inoculation of barley straw with microbiological preparations / I.V. Rusakova, V.V. Moskovkin // International Scientific Research Journal, 2015. – Issue: No.6 (37) part 2. – pp. 58-61
10. Tepper E.Z. Practicum on microbiology / E.Z. Tepper, V.K. Shilnikova, G.I. Pereverzeva. M.: Bustard, 2004. – 255 p.
11. Khramtsov I.F. The influence of mineral fertilizers, straw and plant protection products on the fertility of leached chernozem and the productivity of crops of grain-steam crop rotation / I.V. Khramtsov, E.V. Bezvikonny // Agrochemistry, 1998. – No.5. – pp. 31-37.
12. Aquilanti L. Comparison of different strategies for isolation and preliminary identification of Azotobacter  from soil samples / L. Aquilantia, F. Favillib, F. Clementia // Soil Biology & Biochemistry, 2004.- Vol. 36.- 1475–1483.
13. Rajeswari K. Molecular characterization of Azotobacter spp. nifH gene Isolated from marine source / K. Rajeswari, G.M. Kasthuri // African Journal of Biotechnology, 2009. – Vol.8 (24). – P. 6850-6855.
    
    

Статья поступила в редакцию 15 августа 2024 г.
Поступила после доработки 26 августа 2024 г.
Принята к печати 2 сентября 2024 г.
Received 15, August, 2024
Revised 26, August, 2024
Accepted 2, September, 2024